Koordinierte Anpassungen definieren die ontogenetische Verschiebung vom Wurm

Nature Communications Band 14, Artikelnummer: 3287 (2023) Diesen Artikel zitieren

1347 Zugriffe

93 Altmetrisch

Details zu den Metriken

Meereskegelschnecken haben Forscher aus allen Disziplinen angezogen, aber frühen Lebensstadien wurde aufgrund der Schwierigkeiten beim Zugang zu oder der Aufzucht jugendlicher Exemplare nur begrenzt Aufmerksamkeit geschenkt. Hier dokumentieren wir die Kultur von Conus magus von den Eiern bis zur Metamorphose, um dramatische Veränderungen im räuberischen Fressverhalten zwischen postmetamorphen Jungtieren und erwachsenen Exemplaren aufzudecken. Ausgewachsene C. magus fangen Fische mithilfe einer Reihe paralytischer Giftpeptide in Kombination mit einem hakenförmigen Radularzahn, der zum Anbinden vergifteter Fische verwendet wird. Im Gegensatz dazu ernähren sich frühe Jungtiere ausschließlich von Polychaetenwürmern und nutzen dabei ein einzigartiges „Stachel-und-Stiel“-Nahrungsverhalten, das durch kurze, nicht mit Widerhaken versehene Radularzähne und ein ausgeprägtes Giftrepertoire erleichtert wird, das bei Beute zu Hypoaktivität führt. Unsere Ergebnisse zeigen, wie koordinierte morphologische, Verhaltens- und molekulare Veränderungen den Übergang von der Wurm- zur Fischjagd bei C. magus erleichtern, und zeigen junge Kegelschnecken als reichhaltige und unerforschte Quelle neuartiger Giftpeptide für ökologische, evolutionäre und biologische Entdeckungsstudien.

Im Laufe der Geschichte des Lebens haben evolutionäre Innovationen es den sich entwickelnden Abstammungslinien ermöglicht, neue Funktionen zu erwerben, die ökologische Möglichkeiten eröffnen und in vielen Fällen die Diversifizierung fördern1,2. Zu verstehen, wie diese Übergänge stattgefunden haben, kann eine Herausforderung sein, da beobachtete Merkmale oft aus einer Reihe evolutionärer Veränderungen resultieren, die schließlich in einem komplexen Merkmal gipfeln3,4. Der Giftapparat mariner Kegelschnecken (Gastropoda: Conidae) ist ein Beispiel für evolutionäre Innovationen, die sich durch morphologische Veränderungen des Vorderdarms entwickelten5 und die ausgedehnte Strahlung der Gruppe seit dem Eozän mit über 1000 heute weltweit verbreiteten Arten begünstigten6. Diese Gruppe räuberischer Schnecken hat sich in einem zweiphasigen Lebenszyklus entwickelt, wobei die meisten Arten als frei schwimmende Larven schlüpfen, die nach der Metamorphose zu benthischen fleischfressenden Jungtieren werden7,8. Die Raubtierfütterung nach der Metamorphose beruht auf dem Einsatz starker Neurotoxine (Conotoxine), die in einer langen röhrenförmigen Giftdrüse abgesondert und über stark veränderte, hohle Radularzähne injiziert werden9,10. Diese ausgeklügelte Fütterungsstrategie ermöglichte es diesen sich langsam bewegenden Raubtieren, sich zunächst von Würmern zu ernähren, und erleichterte in jüngerer Zeit den evolutionären Übergang zur Jagd auf Weichtiere und Fische11,12.

Aufgrund ihrer jüngsten und umfangreichen Strahlung und der Fülle an Giftpeptiden, die sie produzieren, haben Kegelschnecken das Interesse von Evolutionsbiologen11, Pharmakologen13 und Toxikologen14 geweckt. Dieses breite Interesse steht jedoch im Gegensatz zum Mangel an Literatur zu frühen Lebensstadien. Beobachtungen von Jungtieren im Freiland wurden durch ihre geringe Größe erschwert und ihre Identifizierung oft durch die hohe morphologische Ähnlichkeit zwischen verwandten Arten eingeschränkt15,16,17. Andererseits haben die Herausforderungen bei der Aufzucht von Kegelschnecken frühere Untersuchungen auf die Erforschung des Embryonal- und Larvenstadiums beschränkt18,19,20,21. Aufgrund dieser Einschränkungen wurden die Ökologie und Biochemie junger Kegelschnecken weitgehend übersehen. Dies erstreckt sich auf weithin untersuchte Arten wie den Zauberkegel (Conus magus Linnaeus, 1758), die Quelle des von der FDA zugelassenen Analgetikums Prialt® (ω-Conotoxin MVIIA)22. Basierend auf sezierten wild gefangenen Exemplaren wurde vermutet, dass C. magus während der Ontogenese eine Ernährungsumstellung von der Wurm- zur Fischjagd vollzog23, empirische Beweise fehlen jedoch aufgrund der Herausforderungen beim Zugang zu frühen Lebensstadien.

Hier haben wir Conus magus von der Eikapsel bis zur schlüpfenden Larve und durch die Metamorphose bis zum fleischfressenden Jungtier gezüchtet. Es wurde beobachtet, dass jugendliche C. magus nach der Metamorphose ausschließlich Polychaetenwürmer jagten, indem sie uralte Radularzähne und ein einzigartiges Giftrepertoire verwendeten, bevor sie im Erwachsenenalter zur Fischjagd übergingen. Durch eine Kombination experimenteller Ansätze zeigen wir, wie der Übergang von der Wurm- zur Fischjagd während der Ontogenese durch eine Reihe koordinierter Veränderungen gekennzeichnet ist, die alle Ebenen der biologischen Organisation umfassen. Unsere Ergebnisse zeigen, wie im Labor gezüchtete Exemplare neue Einblicke in die Ökologie geheimer Lebensstadien liefern können und verdeutlichen das Potenzial junger Kegelschnecken als ungenutzte Quelle neuartiger bioaktiver Giftpeptide, die sonst nur durch Exon-Capture oder Genomsequenzierung zugänglich wären.

Wie die überwiegende Mehrheit der Caenogastropoden sind Kegelschnecken gonochorisch (Männchen und Weibchen existieren als getrennte Individuen), wobei weibliche C. magus ihre Eier in halbstarren Eikapseln ablegen, normalerweise auf der Unterseite eines Korallenfelsens (Abb. 1a, b). ; Ergänzungsfilm 1). Basierend auf dem Eidurchmesser ging man früher davon aus, dass diese Art unmittelbar nach dem Schlüpfen eine Metamorphose durchläuft (Lecithotrophie)24. Stattdessen fanden wir heraus, dass die Larven eine obligatorische Phase des Freischwimmens und der Filterfütterung (Planktotrophie) durchliefen, was mit der weiten Verbreitung dieser Art übereinstimmt Arten in der gesamten indopazifischen Region25. Nach 21 Tagen setzten die Eikapseln planktonische Larven frei, die eine dünne, halbtransparente Schale hatten, die aus 1,5 Windungen bestand und eine Länge von 712 ± 30 µm (Mittelwert ± Standardabweichung, n = 10) hatte. Das Schwimmen und Fressen im Larvenstadium wurde durch das in vier Lappen unterteilte Velum erleichtert. Jeder Lappen hatte zwei Bänder aus Flimmerzellen, die entlang seiner Peripherie verliefen, und gelb pigmentierte Zellen, die entlang seiner Ränder verteilt waren (Abb. 1c). Einen Tag nach dem Schlüpfen (dph) bestand die Speiseröhre der Larven aus einem einfachen Schlauch aus Flimmerepithel, der die aufgenommenen Mikroalgen vom Mund in den Magen leitete. Etwa 50 µm vom Mund entfernt wurde ein Fleck vergrößerter Zellen ohne apikale Zilien gefunden, eingebettet in die ventrale Wand der Speiseröhre (Abb. 2a; ergänzende Abb. 1a, b). In den darauffolgenden Tagen dehnte sich diese Zone nicht bewimperter Zellen nach vorne und hinten aus und wurde schließlich von der Speiseröhre abgeklemmt, wodurch die Mundhöhle und der Radulasack entstanden, was mit früheren Beobachtungen an der Larve von Conus lividus5 übereinstimmt.

Conus magus hat eine zweiphasige Lebensgeschichte, die planktonische Larven umfasst, die nach der Metamorphose zu benthischen fleischfressenden Jungtieren werden. In dieser Studie wurde ein erwachsenes, legendes Weibchen von C. magus verwendet. Maßstabsbalken = 20 mm. b Eier wurden in halbstarren Eikapseln abgelegt, die normalerweise auf die Unterseite eines Korallenfelsens gelegt wurden. Jede Kapsel enthielt zwischen 500 und 700 Eier. Maßstabsbalken = 20 mm. c Nach 21 Tagen setzten die Eikapseln planktonische Larven frei, die eine dünne, durchscheinende Schale (s) und einen ventralen Fuß (f) hatten. Das Schwimmen und Fressen im Larvenstadium wurde durch das Velum (v) erleichtert, das gefangene Mikroalgen zum Mund (m) leitete. Maßstabsbalken = 0,5 mm. d Metamorphose und Schalenverkalkung im frühen Jungfisch von 0–10 dps (Tage nach der Ansiedlung). Späte Larve bei 0 dps (=15 dph) angesiedelt, was zeigt, dass die Velarlappen in die Schale zurückgezogen sind, was auf eine bevorstehende Metamorphose hindeutet. Bei 1 dps war das Velum vollständig im Kopfbereich resorbiert und die gelben Pigmente konzentrierten sich in zwei Massen auf jeder Seite des Kopfes. In den folgenden Tagen verkalkte die Schale schnell und verfärbte sich nach 2–6 dps leuchtend orange. Es wurde beobachtet, dass Jungtiere Würmer ab 10 Tagen pro Sekunde jagen, aber ein schnelles Gehäusewachstum nach 6 Tagen pro Sekunde deutet darauf hin, dass die Fleischfresserei möglicherweise schon früher begonnen hat. Weiße Pfeilspitzen zeigen auf die Grenze zwischen Larve und erwachsenem Gehäuse. Maßstabsbalken = 0,5 mm.

Die Morphogenese des Giftapparates wurde früh während der Larvenentwicklung eingeleitet und seine Komponenten wurden aus der distalen Speiseröhre (Vorderdarm) entwickelt. a Die Speiseröhre schlüpfender Larven bestand aus einer einfachen Röhre aus Flimmerepithel, wobei die voraussichtliche Mundhöhle und der Radulasack aus einem Fleck vergrößerter Zellen hervorgingen, die in die ventrale Wand der Speiseröhre eingebettet waren (siehe ergänzende Abbildung 1a, b). Die schwarze Pfeilspitze zeigt die Position des Mundes an. b Bei späten Larven konnten die Mundhöhle und der Radulasack als miteinander verbundene Kammern unter der Speiseröhre gesehen werden (siehe ergänzende Abbildung 1c). Die potenzielle Giftdrüse war als Ansammlung sekretorischer Zellen in der ventralen Wand der Speiseröhre hinter der Mundhöhle erkennbar (siehe ergänzende Abbildung 1d). c Der Beginn der Metamorphose war durch die Resorption des Velums und den Verlust des Larvenmauls und der vorderen Speiseröhre gekennzeichnet (siehe ergänzende Abbildung 1e). d Bei 2 dps hatte sich das Bukkalrohr gebildet und chitinhaltige Radularzähne begannen sich im Radularsack anzusammeln (siehe ergänzende Abbildung 1f). e Bei 6 dps hatte sich die Giftdrüse von der Speiseröhre abgeklemmt und blieb nur noch mit der Mundhöhle verbunden, und ihr distales Ende wurde mit dem Giftkolben eingekapselt. dph-Tage nach dem Schlüpfen, dps-Tage nach der Setzung.

Am Ende der Larvenentwicklung (15 Tage pro Stunde) hatte die Schale 2,5 Windungen abgeschlossen und war 1360 ± 60 µm (n = 10) lang. Zu diesem Zeitpunkt zeigte der Fuß eine erhöhte Flexibilität und Beweglichkeit und die Larven waren nun in der Lage, auf festen Oberflächen zu kriechen. Der Radulasack entstand als Aussackung der Mundhöhle, und beide Strukturen konnten als miteinander verbundene Kammern unterhalb der Speiseröhre angesehen werden (Abb. 2b; ergänzende Abb. 1c). Unmittelbar hinter dem Radulasack war die potenzielle Giftdrüse (VG) als hypertrophierte Zone sekretorischer Epithelzellen erkennbar, die sich entlang der ventralen Wand der Speiseröhre erstreckte (ergänzende Abbildung 1d). Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) ergab, dass sich kleine, kugelförmige sekretorische Körnchen in der Epithelzellschicht des VG anzusammeln begannen, die bis zur Metamorphose mit der Speiseröhre konfluent blieben. Diese Ergebnisse stimmten mit Beobachtungen an C. lividus überein, die zeigten, dass die meisten Elemente des Giftapparats während der Larvenentwicklung zu differenzieren begannen5, um den schnellen Übergang zu Fleischfressern nach der Metamorphose zu erleichtern.

Die Metamorphose beinhaltete eine Reihe von Verhaltens- und Strukturänderungen, die den Übergang von der schwimmenden, filterfressenden Larve zum benthischen, fleischfressenden Jungtier ermöglichten. Der Prozess wurde durch die Zugabe eines geeigneten Substrats ausgelöst, um die Larvenansiedlung zu induzieren [mit Krustenkorallenalgen (CCA) bedecktes Gestein]. Nach der Besiedlung wurde die Metamorphose durch die Resorption des Velums in den Kopfbereich eingeleitet, wobei sich die gelben Pigmente am Rand des Velums in zwei Massen auf jeder Seite des Kopfes konzentrierten (Abb. 1d). Dabei wurden die beiden Flimmerzellenbänder auf das angrenzende Substrat abgeworfen.

Einen Tag nach der Besiedelung (dps) waren auf jeder Seite des Kopfes unterhalb der Gehirnganglien zwei Massen an involvierten Velarzellen zu sehen, die durch die Resorption des Velums entstanden waren, und das Larvenmaul und die vordere Speiseröhre waren verloren gegangen (Abb . 2c; Ergänzende Abb. 1e). Bei 2 dps waren die meisten involvierten Velarzellen aus der Kopfregion entfernt worden und Odontoblasten im langen Arm des Radularsacks hatten begonnen, chitinhaltige Radularzähne abzusondern (Abb. 2d). Der Rüssel und seine Hülle (Rostrum) hatten sich gebildet, obwohl mitotische Profile sich teilender Zellen auf eine laufende Differenzierung hindeuteten (ergänzende Abbildung 1f). Der postmetamorphe Mund wurde de novo am vorderen Ende des Rüssels sowie des Bukkalröhrchens erzeugt und verbindet den Mund mit der Mundhöhle (Abb. 2d). Das schnelle Auftreten dieser Strukturen lässt darauf schließen, dass sie, wie bereits vermutet, durch Transdifferenzierung von Velarzellen entstehen könnten26. Dies steht im Einklang mit der gleichzeitigen Resorption des Velums und der Beobachtung, dass sich pigmentierte Velumzellen im Kopfbereich konzentrieren und von 1–3 dps entlang der Speiseröhre wandern (Abb. 1d).

Bei 6 dps waren alle Elemente des Giftapparates vorhanden und vollständig differenziert (Abb. 2e und 3). Der kurze Arm des Radulasacks hatte begonnen, reife, chitinhaltige Radularzähne anzusammeln, und die Mundhöhle hatte sich verengt und bildete die Speiseröhre, unmittelbar hinter dem Radulasack (Abb. 3a, b). Zu diesem Zeitpunkt hatte sich der VG von der ventralen Wand der Speiseröhre gelöst und blieb nur noch mit der Mundhöhle verbunden (proximales Ende) (Abb. 3a, c), während sich sein blindes Ende in einen auffälligen Giftbulbus differenziert hatte (distales Ende). bestehend aus zwei Lagen Muskelfasern, die ein weites Lumen umschließen (Abb. 3a, d). Die Verbindung zwischen dem VG und dem Bulbus wurde durch einen dünnen Kanal aufrechterhalten, der durch die Muskelscheide in das Lumen des Bulbus verlief. Das juvenile VG bestand aus einer Röhre sekretorischen quaderförmigen Epithels, das von einer dünnen Schicht Muskelfasern umgeben war. Das Zytoplasma der sekretorischen Zellen war mit einer Vielzahl dichter, kugelförmiger Körnchen gefüllt, die an die Körnchen erinnerten, die man in injizierten Giften findet. Die Dissoziation der sekretorischen Zellen von der Basallamina und der Bruch ihrer Membran weisen darauf hin, dass Granulat durch einen holokrinen Prozess freigesetzt wird (Abb. 3e; ergänzende Abb. 2b, c). Der Übergang zu einer benthischen Lebensweise war durch die Verkalkung der Schale gekennzeichnet, die zwischen 1–6 dps eine leuchtende Orange annahm (Abb. 1d), was die Krypsis nach der Besiedlung auf CCA-bedeckten Felsen verstärkte.

Sechs Tage nach Beginn der Metamorphose waren alle Komponenten des Giftapparates vorhanden und vollständig differenziert. a Linke Seitenansicht des Giftapparates, rekonstruiert aus gefärbten histologischen Schnitten. Gepunktete Linien zeigen die in c, d gezeigten Schnittebenen an, wobei die schwarzen Pfeilspitzen die in b, e geschnittenen Bereiche des Radulasacks und der Giftdrüse angeben. b Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) ergab, dass sich im kurzen Arm des Radularsacks (RSS) chitinhaltige Radularzähne (Nummer 1–3) angesammelt hatten (siehe ergänzende Abbildung 2a). Maßstabsbalken = 5 μm. c Direkt hinter der Mundhöhle verläuft die Giftdrüse (vg) unterhalb der Speiseröhre (oe). Maßstabsbalken = 30 μm. d Das blinde Ende der Giftdrüse war mit dem Giftkolben (vb) umschlossen, der aus zwei Schichten Muskelfasern (1,2) bestand, die durch eine dünne Kollagenschicht (schwarze Pfeilspitze) getrennt waren und ein breites Lumen (lu) umschlossen. Maßstabsbalken = 30 μm. e TEM eines Querschnitts durch die proximale Giftdrüse. Das Zytoplasma der Giftdrüsenzellen war mit kleinen, kugelförmigen sekretorischen Körnchen gefüllt (siehe ergänzende Abbildung 2b, c). Die Dissoziation der Epithelzellen von der Basallamina (weiße Pfeilspitze) und der Bruch ihrer Membran weisen auf die holokrine Sekretion von Giftkörnchen in das Lumen (lu) hin. Maßstabsbalken = 10 μm. bc Mundhöhle, bt Mundhöhle, lu Lumen, m Mund, n Kern, oe Speiseröhre, pr Rüssel, rsl langer Arm des Radulasacks, rss kurzer Arm des Radulasacks, vb Giftbulb, vg Giftdrüse. Vier Jungtiere wurden bei 6 dps geschnitten, wobei einer für die 3D-Rekonstruktion und einer für die TEM verwendet wurde.

Der Übergang ins Erwachsenenalter war bei C. magus durch eine drastische Verschiebung der Beutepräferenz gekennzeichnet, die mit tiefgreifenden morphologischen und Verhaltensänderungen einherging. Während ausgewachsene Tiere reine Fischfresser sind, lösten die Larven des Danio rerio (Zebrafisch) kein räuberisches Verhalten bei Jungtieren aus. Stattdessen wurde beobachtet, dass sie ausschließlich Polychaetenwürmer (Familie Syllidae) jagten und dabei ein „Stachel-und-Stiel“-Nahrungsverhalten anwendeten (Abb. 4a). . Frühere Wurmfresser bei C. magus wurden zuvor aus sezierten wild gefangenen Exemplaren abgeleitet, obwohl Wurmborsten nur im Verdauungstrakt von drei Jungtieren >4 mm23 gefunden wurden. Darüber hinaus werden die zur Identifizierung kleiner Exemplare verwendeten Methoden nicht erwähnt und die hohe morphologische Ähnlichkeit zwischen jungen Kegelschnecken legt nahe, dass die Probenahme auch andere Arten umfasst haben könnte. Die vorliegende Studie liefert empirische Belege für strikte Wurmfresser bei jugendlichen C. magus. Das Fressverhalten der Jungtiere wurde durch die Streckung des Rüssels eingeleitet, der die Oberfläche des Wurms als Vorbereitung für die Giftinjektion sondierte. Nach einigen Minuten wurde ein an der Spitze des Rüssels gehaltener Radularzahn in den Wurm gestochen und der Rüssel zog sich schnell in das Rostrum zurück, sodass die Beute nicht mehr angebunden war. Die Vergiftung führte bei der Beute der Würmer zu einer Hypoaktivität, die durch den Verlust des normalen Schwimm-, Versteck- und Fluchtverhaltens gekennzeichnet war. Anschließend verfolgte die Schnecke mehrere Minuten lang ihre Beute, bevor sie ihr Podest ausstreckte und den ganzen Wurm verschlang (Zusatzfilm 2). Gelegentlich wurden die Würmer ein zweites Mal gestochen. Die gleiche Fütterungssequenz wurde bei allen Jungtieren ab 10 dps beobachtet, obwohl die Histologie und das schnelle Schalenwachstum zwischen 6 und 10 dps darauf hindeuten, dass die Fleischfresserei möglicherweise früher begonnen hat (Abb. 1d). Dieses „Stachel-und-Stiel“-Nahrungsverhalten stand im Einklang mit dem juvenilen Radularzahn, dem die apikalen Widerhaken, Klingen und Zacken fehlten (Abb. 4b; ergänzende Abb. 2a), wie es bei wild gefangenen Exemplaren zu sehen ist 23 . Der hakenförmige Nebenfortsatz und das Basalband des erwachsenen Zahns fehlten ebenfalls. Der juvenile Radularzahn war in absoluter und relativer Länge kurz und maß 69,7 ± 1,15 µm (n = 5) bei einer Schalenlänge (SL) von 1,71 ± 0,08 mm (n = 5) (4,1 % der SL). Es hatte eine Taille und eine breite Basis mit einer breiten Öffnung, wie man sie typischerweise bei wurmfressenden Arten sieht. Interessanterweise werden ähnliche Zähne auch bei jungen Wurm-27- und Molluskenjägern gefunden (Rogalski, A. et al., Manuskript in Vorbereitung), was darauf hindeutet, dass dieses Merkmal in frühen Lebensstadien bei allen Conidae beibehalten wurde. Morphometrische Analysen bestätigten die Ähnlichkeit mit den Radularzähnen wurmfressender Kegelschnecken (ergänzende Abbildung 3; ergänzende Daten 1), und das Vorhandensein ähnlicher Zähne in verwandten konoidischen Abstammungslinien wie Mitromorphidae und Borsoniidae 28, 29 legt nahe, dass dieses Merkmal innerhalb der Gruppe plesiomorph sein könnte.

Der Übergang ins Erwachsenenalter war bei C. magus durch eine Verschiebung der Beutepräferenz gekennzeichnet, die mit morphologischen und Verhaltensänderungen einherging. a Frühe Jungfische ernährten sich ausschließlich von Syllidenwürmern und ernährten sich dabei nach dem Prinzip „Stachel und Stiel“. Würmer wurden zuerst mit einem kurzen, nicht mit Widerhaken versehenen Radulazahn erstochen, und der Rüssel zog sich schnell in das Rostrum zurück, sodass die Beute nicht mehr angebunden war. Giftinjektion führte bei Wurmbeute zu Hypoaktivität. Anschließend verfolgte das Jungtier seine Beute, bevor es es im Ganzen verschluckte. b Juveniler Radularzahn, neu gezeichnet mittels Rasterelektronenmikroskopie (REM) (siehe ergänzende Abbildung 2a). Dieses „Stachel-und-Stiel“-Nahrungsverhalten stand im Einklang mit dem jugendlichen Radularzahn, dem es an apikalen Widerhaken, Klingen und Zacken fehlte. Der jugendliche Radularzahn war in absoluter und relativer Länge kurz und zeichnete sich durch einen kurzen Schaft, eine Taille und eine breite Basis mit einer weiten Öffnung aus. c Erwachsene C. magus zeigen das typische „Hook-and-Line“-Futtersuchverhalten, wobei die Fischbeute von einem hakenförmigen Radialzahn gestochen wird, während starke Neurotoxine schnell eine starre Lähmung auslösen. Der gelähmte Fisch wird dann im Rostrum angebunden und im Ganzen geschluckt. d Aus dem REM neu gezeichneter Radularzahn eines Erwachsenen (siehe ergänzende Abbildung 4a). Beachten Sie das Vorhandensein des hakenförmigen Hilfsfortsatzes (ac.pro) an der Spitze des Zahns, der das Anbinden gestochener Fische erleichtert. Radularzähne sind im Verhältnis zur Größe der Tiere 25-fach vergrößert.

Im Gegensatz dazu sind erwachsene C. magus strenge Fischfresser und fangen Beute mit einem „Haken-und-Leine“-Nahrungsverhalten30 (Abb. 4c). Diese Strategie basiert auf einem harpunenartigen Radularzahn (Abb. 4d; ergänzende Abb. 4a), der starke Neurotoxine abgibt, die auf die Skelettmuskulatur des Fisches abzielen und eine sofortige starre Lähmung hervorrufen, die durch eine kontinuierliche Streckung der Flossen gekennzeichnet ist 30, 31. Der starke Hilfsfortsatz (zurückgebogener Widerhaken) an der Spitze des Zahns ermöglicht ein sicheres Anbinden des Fisches, der dann in das Rostrum zurückgezogen und im Ganzen geschluckt wird. Der erwachsene Radularzahn war lang (3,4 ± 0,1 mm; n = 5) (SL = 53 mm) (6,4 % der SL), mit einer kleinen Basis, die an einem flexiblen Band befestigt war. Es wird angenommen, dass sich dieses Merkmal konvergent in Fischjagdkegeln im Atlantik/Ostpazifik und im Indopazifik entwickelt hat, die ein ähnliches „Hook-and-Line“-Futtersuchverhalten aufweisen30,32, was auf den starken Anpassungswert dieses Merkmals schließen lässt.

Um die Expression von Conotoxin-Genen während der Ontogenese zu vergleichen, wurden De-novo-Transkriptome von embryonalem (n ~ 500), juvenilem (n = 2) und erwachsenem (n = 1) C. magus generiert. Nach der Qualitätsfilterung wurden 5.410.000 Lesevorgänge aus der Sequenzierung zweier juveniler C. magus in 140.457 Contigs mit einer durchschnittlichen Länge von 468,3 Nukleotiden zusammengesetzt. Die Annotation des Transkriptoms mithilfe von Blastx- und Blastp-Suchen führte zur Identifizierung von 68 Toxin-kodierenden Transkripten voller Länge (59 reife Peptide, 10 Cysteingerüste). Davon konnten 58 in 16 Conotoxin-Genfamilien eingeteilt werden, die von den O1-, H-, M- und O2-Superfamilien dominiert werden (47,1 % der Transkripte, 60,4 % der kombinierten Expression) (Abb. 5a; Ergänzende Daten 2). Juveniler C. magus exprimierte auch eine Reihe hormonähnlicher Conopeptide (n = 10), die zusammen 1,7 % der Gesamtexpression ausmachten. Dazu gehörten zwei Consomatine (Consomatin_M2 und M3), eine Familie von Somatostatin-nachahmenden Peptiden, die in das Giftarsenal vieler Kegelschneckenarten rekrutiert wurden und wahrscheinlich den Beutefang erleichtern33. Consomatin_M2 und Consomatin_M3 hatten Ähnlichkeit mit Somatostatin-verwandten Ringelwurm-Signalpeptiden (ergänzende Abbildung 5), was darauf hindeutet, dass diese zur Jagd auf Würmer bei Jungtieren verwendet werden könnten, bevor sie im Erwachsenenalter herunterreguliert werden, wie zuvor vermutet33. In Übereinstimmung mit ihrer Ernährung wiesen stark exprimierte juvenile Transkripte eine hohe Sequenzähnlichkeit mit wurmfressenden Conotoxinen auf (ergänzende Abbildung 6), was auf einen starken Zusammenhang zwischen der Ernährungsökologie und der Giftbiochemie hinweist. Da die heterogene Toxinverteilung entlang der VG bei Conidae34,35,36 umfassend dokumentiert ist, wurde die erwachsene VG in proximale und distale Regionen unterteilt, die unabhängig voneinander sequenziert wurden, was 5.030.000 und 5.590.000 hochwertige Lesevorgänge ergab, die zu 87.157 und 97.528 Contigs zusammengesetzt wurden eine durchschnittliche Länge von 487,8 Nukleotiden. Die Annotation der mütterlichen VG-Transkriptome führte zur Identifizierung von 69 einzigartigen Toxin-kodierenden Transkripten voller Länge (52 reife Peptide, 9 Cysteingerüste). Davon konnten 61 in 12 Conotoxin-Genfamilien eingeteilt werden, wobei die proximale VG von den O1-, M- und T-Superfamilien dominiert wurde (58,1 % der Transkripte, 63,7 % der Expression), während die distale VG von den A-, O1- und T-Superfamilien dominiert wurde M-Superfamilien (61 % der Transkripte, 83,5 % der Expression) (Abb. 5a; Ergänzende Daten 2). Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit neueren Studien, in denen die M-, O1-, T- und A-Superfamilien die VG-Transkriptome erwachsener C. magus-Exemplare aus Japan und den Philippinen dominierten37, was darauf hindeutet, dass verschiedene Populationen dieser Art im Erwachsenenalter ein ähnliches Repertoire an Conotoxinen aufweisen. Das erwachsene VG umfasste auch eine Reihe hormonähnlicher Conopeptide (n = 8), die zusammen 1,2 % bzw. 14,1 % der Expression in der proximalen bzw. distalen Region beitrugen. Bemerkenswerterweise wurden nur 10 Conotoxin-Vorläufer zwischen den juvenilen und mütterlichen adulten VG-Transkriptomen geteilt, wobei fünf Vorläufer zwischen unserem juvenilen Transkriptom und adulten Exemplaren aus Japan und den Philippinen geteilt wurden37. Die Hauptkomponentenanalyse (PCA) bestätigte die unterschiedliche Expression von Conotoxin-Genfamilien zwischen jugendlichem (n = 2) und erwachsenem (n = 2) C. magus (Abb. 5b). Die niedrigsten PCs (PC1 und PC2) machten 52,9 % bzw. 31,8 % dieser Variation aus, was hauptsächlich auf die Überexpression der A-, M- und T-Superfamilien bei Erwachsenen und die Überexpression der O1-, L- und B2-Superfamilien bei Jugendlichen zurückzuführen ist (Ergänzungsdaten 3). .

Kombinierte Transkriptomik und Proteomik zeigten die Giftontogenese bei C. magus. a Verteilung von Conotoxin- und hormonähnlichen Conopeptid-Vorläufern (Conopep.) im juvenilen und adulten Transkriptom. Das juvenile Gifttranskriptom wurde von den Superfamilien O1, H, M und O2 dominiert, während das adulte Gifttranskriptom von den Superfamilien O1, A, T und M dominiert wurde. b Hauptkomponentenanalyse-Biplot zum Vergleich der Giftzusammensetzung zwischen jugendlichem (grün) und erwachsenem (blau) C. magus aus Australien (Aus) und den Philippinen (Phi). Die Pfeillänge gibt an, wie stark jede Variable (Conotoxin-Gen-Superfamilien) die Hauptkomponenten (PC) beeinflusst. Linke und untere Achse: PC-Scores der Proben. Rechte und obere Achse: Ladungen von Variablen. Die Position von juvenilem C. magus am Ende von PC1 wird durch die Überexpression der O1-, L- und B2-Superfamilien bestimmt, während die Platzierung erwachsener Exemplare größtenteils durch die Überexpression der A-, M- und T-Superfamilien erklärt wird. c Hochauflösendes MALDI-TOF-MS zeigte unterschiedliche Peptidzusammensetzungen zwischen juveniler und adulter VG sowie die heterogene Verteilung von Conotoxinen entlang der adulten VG. Sternchen geben Massen an, die auch in LC-MS-Experimenten in den entsprechenden Proben gefunden wurden. d Verteilung der monoisotopischen Massen (≥0,1 % der Expression) in den juvenilen und adulten VG-Proteomen. Quelldaten für Transkriptomik, PCA und Proteomik werden jeweils als Ergänzungsdaten 2–4 bereitgestellt.

Während die O1- und M-Superfamilien einen großen Anteil der Transkripte sowohl bei jugendlichen als auch bei erwachsenen C. magus ausmachten, zeigten die zu diesen Superfamilien gehörenden Conotoxine eine bemerkenswerte Vielfalt in ihren Signalsequenzen und kodierten reife Peptide. Basierend auf der Ähnlichkeit der Signalsequenzen können M-Conotoxine in zwei Gruppen eingeteilt werden38. Alle embryonalen und juvenilen M-Conotoxine (n = 9) gehörten zur MLKM-Gruppe, wohingegen erwachsener C. magus auch Vorläufer aus der MMSK-Gruppe umfasste (Supplementary Data 2). Die reifen Sequenzen von M-Conotoxinen (III-Cystein-Gerüst, CC-CC-CC) können basierend auf der Anzahl der Reste zwischen dem vierten und fünften Cystein weiter in fünf Zweige (M-1 bis M-5) unterteilt werden39. Sowohl proximales als auch distales erwachsenes VG exprimierten einen Vorläufer des M-4-Zweigs (M_M3.6i), der in fischfressenden Kegelschnecken vorkommt und κM-, ψ- und μ-Conotoxine enthält, die bei Fischen Lähmungen auslösen . Dieser Vorläufer wurde zusammen mit zwei anderen Vorläufern, die dasselbe reife Peptid kodieren (PMAG100 und PMAG106), auch in erwachsenen C. magus aus Japan und den Philippinen gefunden37. Im Gegensatz dazu enthielt das juvenile Transkriptom nur M-1-Zweig-Conotoxine, die hauptsächlich in Kegelschnecken auf der Jagd nach Weichtieren und Würmern vorkommen und von denen bekannt ist, dass sie bei Beutetieren eine krampfartige Reaktion auslösen 38, 40 (Supplementary Data 2).

Um die Divergenz der O1-Conotoxine zwischen jugendlichem und erwachsenem C. magus zu untersuchen, führten wir eine phylogenetische Analyse durch. (Ergänzende Abbildung 7). Während alle Vorläufer der O1-Superfamilie das gleiche VI/VII-Cystein-Gerüst (CC-CC-CC) hatten, stimmte unsere phylogenetische Geschichte mit früheren Studien überein, die die Superfamilie in vier Paraloggruppen mit unterschiedlichen Pharmakologien aufteilten37. Bemerkenswert ist, dass neue und stark exprimierte juvenile O1_M6.53 und O1_M6.54 (49,7 % der kombinierten Expression) früh innerhalb der O1-2-Paralog-Gruppe gegabelt wurden, die wurmfressende Conotoxine mit unbekannter Funktion umfasste, während das Vorhandensein niedrig exprimierter adulter Vorläufer (<1,5) % der Expression) innerhalb dieser Gruppe deutet darauf hin, dass diese im Erwachsenenalter möglicherweise herunterreguliert werden. Die Divergenz juveniler Conotoxine wird dadurch unterstützt, dass sich ihre konservierten Signal- und Präpropeptidregionen von den entsprechenden adulten Vorläufern derselben Paraloggruppe unterschieden. Im Gegensatz dazu gruppierten sich stark exprimierte adulte Vorläufer in den Paraloggruppen O1-1 (35,4 % bzw. 14,4 % im proximalen bzw. distalen VG) und O1-3 (0,5 % bzw. 18,6 %), die ω- und δ-Conotoxine umfassen auf die Kalzium- bzw. Natriumkanäle von Wirbeltieren abzielen41,42 (ergänzende Abbildung 7). Die Vielfalt der Conotoxine von fischfressenden Arten innerhalb dieser Paralog-Gruppen unterstützt die Idee, dass Genduplikationsereignisse und die anschließende funktionelle Divergenz innerhalb dieser Genfamilie die adaptive Evolution von fischfressenden Arten erleichterten43,44. Wir identifizierten ein mutmaßliches δ-Conotoxin (O1_M6.61ii; VI/VII-Cystein-Gerüst), das sich innerhalb der O1-3-Paralog-Gruppe anhäuft und zwischen embryonalen, juvenilen und adulten Transkriptomen geteilt wird. Diese Variante von δ-MVIC (91 % Ähnlichkeit in der reifen Peptidregion) hatte eine hohe Sequenzähnlichkeit mit δ-Conotoxinen aus anderen fischfressenden Kegelschnecken, einschließlich eines konservierten hydrophoben Flecks, der für die Aktivität auf Natriumkanälen von Wirbeltieren wichtig ist45.

Die Giftontogenese bei C. magus war auch durch die Diversifizierung der A-Superfamilie gekennzeichnet. Wie typischerweise bei fischfressenden Arten beobachtet46,47,48,49, war diese Superfamilie bei erwachsenen C. magus strukturell und funktionell vielfältig, einschließlich stark exprimierter κA-Conotoxine (IV-Cystein-Gerüst, CC-CCCC), die eine Übererregbarkeit der Axone an der Giftinjektion verursachen an der Stelle, was zu einer schnellen starren Lähmung der Beute führt9. Hohe Expressionswerte von κA-Conotoxinen im erwachsenen VG (25, 5% bzw. 47, 6% im proximalen und distalen VG) stimmten mit den Symptomen überein, die bei Fischbeute während der Fütterung beobachtet wurden (Abb. 4c; ergänzende Daten 2). Wir haben zwei neue mutmaßliche κA-Conotoxine identifiziert, die konservierte Threonine an den Positionen 7, 9 und 10 enthielten, die häufig posttranslational glykosyliert sind50. A_M4.7ii, eine Variante von κ-MIVA (94 % Ähnlichkeit in der reifen Peptidregion), wurde in jugendlichen und erwachsenen C. magus gefunden, während A_M4.6 nur bei Embryonen vorkam. Zur A-Superfamilie gehörten auch inhibitorische α-Conotoxine (I-Cystein-Gerüst, CC-CC), die auf nikotinische Acetylcholinrezeptoren abzielen, um bei Wirbeltieren eine anhaltende schlaffe Lähmung auszulösen51,52. Diese könnten weiter den Untergruppen α3/5 (A_M1.17), α4/7 (A_M1.2) und α4/4 (A_M1.7) zugeordnet werden. Im Gegensatz zu κA-Conotoxinen waren α-Conotoxine auf das adulte VG beschränkt (Supplementary Data 2).

Obwohl sie sich von Würmern ernähren, lässt die hohe Sequenzähnlichkeit mit charakterisierten Conotoxinen und konservierten Cysteingerüsten darauf schließen, dass juvenile κA- und δ-Conotoxine auf Ionenkanäle von Wirbeltieren wirken könnten. Tatsächlich wurde die Hypothese aufgestellt, dass wirbeltieraktive δ-Conotoxine, die zuvor in erwachsenen wurmfressenden Kegelschnecken identifiziert wurden, zunächst zur Verteidigung entstanden und später umfunktioniert wurden, um den evolutionären Übergang von der Wurm- zur Fischjagd zu erleichtern53,54,55. Es muss jedoch noch geklärt werden, ob juvenile κA- und δ-Conotoxine zur Abschreckung von Wirbeltierräubern und/oder zur Erleichterung der Jagd auf Würmer eingesetzt werden können. Wir identifizierten außerdem ein neuartiges juveniles O2-Conotoxin (O2_M6.62; VI/VII-Cystein-Gerüst), das eine hohe Sequenzähnlichkeit mit γ-Conotoxinen von Molluscivoren-Arten aufwies, dem jedoch das –ECCS–-Motiv fehlte, bei dem die Glutaminsäure posttranslational zu einem γ modifiziert wird -Carboxyglutamat42 (Ergänzende Abbildung 6). Dies deutet darauf hin, dass γ-Conotoxine, die bei Weichtieren starke paralytische Wirkungen hervorrufen,42 sich möglicherweise zunächst entwickelt haben, um Weichtierräuber abzuschrecken, bevor sie in Molluszienfresserlinien für die Raubtierjagd eingesetzt wurden.

Darüber hinaus wurden 18 einzigartige Conotoxine, die das VI/VII-Cystein-Gerüst aufweisen und eine nicht definierte Pharmakologie aufweisen, aus dem juvenilen Transkriptom gewonnen (Supplementary Data 2). Diese Cysteinanordnung ist typischerweise mit dem Strukturmotiv des Inhibitor-Cysteinknotens (ICK) verbunden. Peptide, die diese Faltung übernehmen, zeigen eine Reihe biologischer Aktivitäten, einschließlich des klinisch verwendeten N-Typ-Kalziumkanal-Inhibitors ω-Conotoxin MVIIA (Prialt®)22,57, was das Potenzial junger Kegelschnecken als ungenutzte Quelle neuartiger bioaktiver Peptide unterstreicht.

Um die Ontogenese des Giftes in C. magus weiter zu untersuchen, wurden die VG-Proteome von Jugendlichen (n = 20) und Erwachsenen (n = 1) mittels Massenspektrometrie verglichen. Die Matrix-unterstützte Laserdesorptions-/Ionisations-Flugzeit-Massenspektrometrie (MALDI-TOF-MS) ergab, dass juvenile und adulte VG-Proteome von unterschiedlichen Suiten von Peptiden <6 kDa dominiert wurden, wobei Massen >4 kDa auf das adulte VG beschränkt waren ( Abb. 5c; Ergänzende Abb. 8a; Ergänzende Daten 4). Darüber hinaus unterstützen die unterschiedlichen MS-Muster, die vom proximalen und distalen VG erhalten werden, die heterogene Verteilung von Conotoxinen entlang des adulten VG. Während MALDI-MS eine nützliche Technik für die Profilierung des gesamten Giftes ist, weist dieser Ansatz eine Reihe von Einschränkungen auf, darunter ein geringer Dynamikbereich und Ionenunterdrückungseffekte, die die Erkennung der gesamten Giftkomplexität verhindern58. Als Ergänzung zu MALDI-MS führten wir zusätzlich eine Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie (LC-MS) an den VG-Extrakten von juvenilen und adulten C. magus durch. Angesichts der Komplexität von Kegelschneckengiften und des typischen Massenbereichs von Conotoxinen wurden nur monoisotopische Massen zwischen 1 und 10 kDa und einer Abdeckung von ≥ 0,1 % der relativen Intensität berücksichtigt, um die ökologische Interpretation zu erleichtern (Supplementary Data 4). Bei der erwachsenen VG wurden insgesamt 123 Massen (104 einzelne) festgestellt, während bei der juvenilen VG 92 Massen (86 einzelne) gefunden wurden. Ein Vergleich der Massenlisten ergab, dass nur eine einzige Masse (1438,01 Da) zwischen beiden Giftproteomen geteilt wurde, was die durch MALDI-MS beobachteten Unterschiede stützt. Während das juvenile VG-Proteom größtenteils von Peptiden dominiert wurde, die in den Massenbereich von 1–2 kDa fielen (n = 53, 57,6 % der Massen), enthielt das adulte VG-Proteom einen großen Anteil von Peptiden von 4–6 kDa (n = 48, 39). % der Massen) im Vergleich zu Jungtieren (n = 10, 10,9 % der Massen) (Abb. 4d; ergänzende Abb. 8b).

Um Conotoxine zu identifizieren, die für den Fang von Wirbeltierbeute durch erwachsene C. magus verwendet werden, wurde das gemolkene Raubtiergift (MPV) vom legenden Weibchen mithilfe eines Fisches gewonnen, um eine räuberische Reaktion hervorzurufen59. Trotz der Vielfalt der Giftpeptide im mütterlichen VG wurde das MPV von Peptiden im Massenbereich von 4–6 kDa (76, 5 % der Massen) dominiert, die bei 25–30 % Acetonitril eluierten (Abb. 4e; ergänzende Abb. 8, 9). ). Dieser Massenbereich und dieses Elutionsfenster sind typisch für exzitatorische O-glykosylierte κA-Conotoxine, die das Raubgift der Schwesterarten C. catus und C. striatus dominieren48,49. Glykangruppen, die bei 204,08 (HexNAc), 366,13 (HexHexNAc) und 528,19 (Hex2HexNAc) m/z identifiziert wurden, waren in diesem Elutionsfenster sowohl im erwachsenen VG als auch im MPV prominent (ergänzende Abbildung 9). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass das MPV von adultem C. magus ebenfalls von glykosylierten Peptiden, vermutlich κA-Conotoxinen, dominiert wird, was mit ihrer hohen transkriptomischen Expression übereinstimmt. Im Gegensatz dazu fehlten dem MPV die hydrophoberen Giftkomponenten und die Peptide mit kleinerem Molekulargewicht, die in beiden Regionen des erwachsenen VG vorhanden waren, wie zuvor bei den fischfressenden C. consors beobachtet (Abb. 5c; ergänzende Abb. 8).

Das Vorhandensein von κA-Conotoxinen in erwachsenen C. magus wurde durch Flüssigkeitschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (LC-MS/MS) weiter gestützt, wobei die κA-ähnlichen Conotoxine A_M4.5 im MPV und A_M4.7 im Erwachsenenalter identifiziert wurden VG (Ergänzungstabelle 1), letzteres steht im Einklang mit seiner hohen transkriptomischen Expression sowohl im proximalen (4,3 %) als auch im distalen (25,5 %) VG. Weitere Peptide, die sowohl im adulten VG als auch im MPV identifiziert wurden, waren O1-Conotoxine (O1_M6.15, O1_M6.60, O1_M7.4 und die ω-Conotoxine MVIIA [Prialt®] und MVIIB), S-Conotoxine (S_M8.1 und S_M8.6), M-Conotoxin M_M3.4 (MMSK-Gruppe), T-Conotoxin T_M6, Conkunitzine (Conkunitzin_M9.10, Conkunitzin_M9.12, Conkunitzin_M14.9) und Conoporine (Conoporin_M1 und Conoporin_M6). In Übereinstimmung mit unseren RNA-seq-Experimenten wurden auch α-Conotoxin MII (A_M1.2), α-ähnliches Conotoxin A_M1.17 und δ-ähnliches Conotoxin O1_M6.61 im erwachsenen VG gefunden, fehlten jedoch im MPV (Ergänzungstabelle 1). ). Leider war MS/MS bei juvenilen VG aufgrund der begrenzten verfügbaren Stichprobe nicht durchführbar.

Unsere Transkriptomie- und Proteomanalysen stützen die heterogene Verteilung von Conotoxinen entlang der erwachsenen VG, was mit frühen Studien von C. magus übereinstimmt, die zeigen, dass die proximalen VG-Extrakte bei Fischen und Mäusen eine schlaffe Lähmung hervorriefen, während die distalen VG-Extrakte eine starre Lähmung hervorriefen30. Zur Unterstützung dieses räumlichen Expressionsmusters unterschieden sich die sekretorischen Zellen, die die proximalen und distalen Regionen des erwachsenen VG auskleiden, in ihrer Ultrastruktur und ihren sekretorischen Produkten (ergänzende Abbildung 4b, c). Im Gegensatz dazu schien die juvenile VG strukturell homogen zu sein (ergänzende Abbildung 2b, c), die funktionelle Charakterisierung der proximalen und distalen Regionen wurde jedoch durch die geringe Größe der juvenilen VG (<0, 5 mm) behindert. Inwieweit die strukturelle Kompartimentierung des sich entwickelnden VG mit der Diversifizierung wirbeltieraktiver Conotoxine und der Verlagerung von Wurmfressern zu Fischfressern zusammenfällt, muss noch vollständig geklärt werden.

Zusammenfassend hat diese Studie gezeigt, dass der Übergang von der Wurm- zur Fischjagd während der Entwicklung von C. magus durch komplexe morphologische, verhaltensbezogene und molekulare Veränderungen untermauert wird. Diese Parallele zwischen Ontogenese und Phylogenie spiegelt Haeckels biogenetisches Gesetz wider61 und unsere Ergebnisse stützen frühere Beweise dafür, dass sich Fischjäger aus wurmfressenden Vorfahren entwickelten11,12. Kombinierte transkriptomische und proteomische Ansätze zeigten die Expression beutespezifischer Conotoxine über die gesamte Lebensgeschichte hinweg, was auf einen starken Zusammenhang zwischen der Ernährungsökologie und der Giftzusammensetzung hinweist, wie er auch bei anderen giftigen Taxa zu beobachten ist62,63,64. Die unterschiedliche Zusammensetzung juveniler Gifte bietet neue Einblicke in die Entwicklung von Conotoxinen und neue Möglichkeiten für die Entdeckung von Giftpeptiden mit neuartigen Strukturen und Funktionen, selbst bei umfassend untersuchten Arten. Unsere Untersuchung von in Gefangenschaft gezüchteten Exemplaren bietet neue Möglichkeiten für vergleichende genetische Studien und könnte dazu beitragen, die Abhängigkeit von Wildpopulationen zu verringern, die intensiv für den Handel mit Ziermuscheln genutzt werden65.

Erwachsene Exemplare von Conus magus aus dem Great Barrier Reef (Queensland, Australien) wurden von Cairns Marine (Cairns, Queensland, Australien) bezogen und in 8-Liter-Zuchttanks in einem PC2-Labor in einem geschlossenen Salzwasser-Umwälzsystem gehalten. Die Wassertemperatur wurde auf 26 ± 1 °C eingestellt, mit einem Hell-Dunkel-Zyklus (LD) von 12:12 Stunden. Wasserparameter und Tiergesundheit wurden täglich überwacht und Futter (Zebrafische) wurde wöchentlich bereitgestellt. Die Verwendung von Zebrafischen (Danio rerio) in dieser Studie wurde von der Tierethikkommission der University of Queensland genehmigt (Genehmigungsnummer 2019/AE000271). Korallensteine ​​(Cairns Marine) wurden in die Tanks gegeben, um ein Substrat für die Eianheftung zu schaffen. Die Eikapseln wurden am Tag nach der Eiablage aus dem Tank entnommen, in ultrafiltriertem (0,22 μm) Meerwasser gespült und in UV-sterilisierte 1-Liter-Tanks gegeben, die mit ultrafiltriertem Meerwasser aus Caloundra, Queensland, gefüllt waren. Die Kulturtanks wurden in einem LD-Zyklus von 12:12 Stunden bei Raumtemperatur (24 ± 1 °C) gehalten. Bis zum Schlüpfen wurde jeden Tag ein Drittel des Wassers durch frisches, ultrafiltriertes Meerwasser ersetzt. Penicillin/Streptomycin-Antibiotika (50 μg/ml) wurden wöchentlich in die Kulturtanks gegeben, um eine bakterielle Kontamination zu minimieren. Innerhalb von 24 Stunden nach dem Schlüpfen wurden die Larven vorsichtig in UV-sterilisierte 1-L-Tanks pipettiert, die mit 10 μm gefiltertem Meerwasser in einer Konzentration von 25 Larven/L gefüllt waren. Sie erhielten täglich eine Mischung aus gleichen Mengen lebender Tisochrysis lutea und Chaetoceros muelleri (Australian National Algae Culture Collection, CSIRO, Australien) in einer Konzentration von 15 × 103 Zellen/ml. Die Larven wurden jeden zweiten Tag durch manuelles Pipettieren in saubere Kulturtanks überführt, wobei tote und ungesunde Proben visuell identifiziert und verworfen wurden. Die Larven wurden in einem LD-Zyklus von 12:12 Stunden bei Raumtemperatur (24 ± 1 °C) ohne Zusatz von Antibiotika kultiviert. Späte Larven wurden dazu gebracht, sich auf CCA-bedeckten Felsen aus dem Great Barrier Reef (Cairns Marine) niederzulassen. Frühe Jungfische wurden in UV-sterilisierte 1-Liter-Tanks mit ultrafiltriertem Meerwasser (täglich 50 % ersetzt) ​​überführt und mit CCA bedeckten Steinen als Nahrungsquelle hinzugefügt. Bilder lebender Exemplare (Larven und Jungtiere) wurden mit einem Leica EZ4-Stereomikroskop (Leica Microsystems) mit der Software LAS EZ 3.0.0 (Leica Microsystems) aufgenommen, wobei die Bildbearbeitung (Helligkeits- und Kontrastanpassungen, Hintergrundentfernung) in Photoshop 21.2.1 durchgeführt wurde .

Tisochrysis lutea und Chaetoceros muelleri wurden in sterilen 500-ml-Kolben in künstlichem Meerwasser, angereichert mit f/2-Kulturmedium66, aerob gehalten. Die Kulturflaschen wurden in einem Inkubator bei 24 °C in einem LD-Zyklus von 14:10 Stunden aufbewahrt. Das Licht wurde von Leuchtstoffröhren mit einer Intensität von 80 μE.m−2.s−1 bereitgestellt. Primäre Stammkulturen wurden jede Woche subkultiviert.

Vor der Fixierung wurden die Proben für die Histologie durch Inkubation in künstlichem Meerwasser mit hohem Mg2+- und niedrigem Ca2+-Gehalt67 für 60–90 Minuten anästhesiert, bevor sie für 5–10 Minuten auf Eis gelegt wurden. Die anschließende Fixierung, Entkalkung, Dehydrierung und Harzinfiltration erfolgte mit Vakuum-Mikrowellenunterstützung (Pelco). Die Proben wurden vor der Verarbeitung bis zu 2 Wochen lang in 2,5 % Glutaraldehyd in Meerwasser bei pH 7,5 fixiert und gelagert. Larvenschalen wurden in einer 0,5 %igen Ameisensäurelösung (FA) entkalkt, während die dickeren Schalen metamorpher Stadien und Jungtiere vorsichtig mit Hilfe einer Pinzette entfernt wurden. Entkalkte Proben wurden in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) gespült, bevor sie in cacodylatgepuffertem 1 % Osmiumtetroxid nachfixiert wurden. Anschließend wurden die Proben in einer Ethanol-Verdünnungsreihe dehydriert und in Epon-Harz (ProSciTech) infiltriert und eingebettet. Es wurden serielle Querschnitte für Larven mit 1, 7 und 15 dph und Jungtiere mit 1, 2 und 6 dps (2–4 Exemplare in jedem Stadium) erhalten. Für die Lichtmikroskopie wurden Schnitte auf einem Ultramikrotom mit einem Diatome-Histomesser in einer Dicke von 1 μm geschnitten, mit Toluidinblau gefärbt und mit einer DP70 CCD-Kamera, die an einem aufrechten Weitfeldmikroskop BX51 (beide Olympus) montiert war, unter Verwendung der Software Zen Blue 3.2 abgebildet ( Zeiss). Für die Transmissionselektronenmikroskopie wurden Schnitte mit einer Dicke von 80 nm geschnitten, auf Kupfergittern gesammelt und auf einem Hitachi HT 7700 mit einer hochempfindlichen CMOS-Kamera XR401 (AMT) unter Verwendung der Software TEM System Model HT7700 02.30.15.56 (Hitachi) abgebildet. .

Die dreidimensionale (3D) Rekonstruktion des juvenilen Giftapparats wurde aus seriellen Querschnitten erhalten, die auf einem AxioScan Z1-Diascanner unter Verwendung der Zen 3.5-Software (beide Zeiss) abgebildet wurden. Einzelne Bilder wurden mit ImageJ/Fiji 2.0.0 zugeschnitten und gestapelt, wobei eine weitere Bildanalyse, Visualisierung und Rekonstruktion mit Amira 2021.1 durchgeführt wurde, bevor die Abschnitte manuell ausgerichtet und mit Anmerkungen versehen wurden. Anschließend wurde das 3D-Volumen mit Amira und Photoshop 21.2.1 generiert und geglättet.

Reife Radularzähne wurden aus dem Radularsack präparierter Proben isoliert und kurz in einer 10 %igen Natriumhypochloritlösung gewaschen. Anschließend wurden die Zähne in zwei Waschgängen mit UHQ-Wasser gespült. Erwachsene Radialzähne wurden in einer Ethanol-Verdünnungsreihe dehydriert, bevor sie in zwei Wechseleinheiten Hexamethyldisilazan (HMDS) getaucht wurden. Nach der zweiten HMDS-Wäsche wurden die erwachsenen Zähne 30 Minuten lang bei Raumtemperatur an der Luft getrocknet, während jugendliche Wurzelzähne nach den UHQ-Wäschen direkt an der Luft getrocknet wurden. Anschließend wurden die Radularzähne mit Kohlenstoff-Klebescheiben auf Aluminium-Stiftstümpfen montiert und in einem CCU-010-Sputterbeschichter (Safematic) mit Platin beschichtet. Die Bilder wurden mit einem TM4000Plus-REM unter Verwendung der Software TM4000 Tabletop Microscope 1.5 (beide Hitachi) aufgenommen. Morphometrische Daten für Radularzähne wurden mit Prism 9.4.1 (GraphPad) aufgezeichnet. Die statistische Signifikanz wurde mit einem einfaktoriellen ANOVA-Test als P < 0,05 definiert und die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt.

Für die RNA-Sequenzierung wurde Gesamt-RNA aus Ganzkörperembryonen (7 Tage nach der Eiablage, n ~ 500), Jungtieren (14 dps, n = 2, SL = 1,7 mm) und der mütterlichen VG (n = 1) extrahiert. Embryonen und Jungtiere wurden später in > das 10-fache des Gewebevolumens an RNA (Invitrogen) gegeben und bis zur Extraktion bei –80 °C gelagert. Die mütterliche VG wurde präpariert und in gleich große proximale und distale Regionen unterteilt, um die räumliche Verteilung von Conotoxinen entlang der VG und aus frischem Gewebe extrahierter RNA zu untersuchen. Drei Segmente, die den proximalen, zentralen und distalen Regionen entsprachen, wurden für die Proteomik in einer Lösung aus 30 % Acetonitril (ACN)/1 % FA aufbewahrt, und zwei kleine Segmente (proximal und distal) wurden in 2,5 % Glutaraldehyd gelegt und wie beschrieben für die Histologie verarbeitet über. Die Gesamt-RNA wurde aus allen Proben mit TRIzol (Invitrogen) gemäß den Anweisungen des Herstellers extrahiert, um aus jeder Probe 0,4–2,72 μg gereinigte mRNA zu ergeben. Die RNA-Qualität und -Konzentration wurden auf einem 2100 Bioanalyzer unter Verwendung des RNA 6000 Nano-Kits (Agilent) bewertet. Die komplementäre Vorbereitung und Sequenzierung der DNA-Bibliothek wurde von der Institute for Molecular Bioscience Sequencing Facility (University of Queensland) durchgeführt. Bibliotheken wurden mit dem Illumina Stranded mRNA Prep Kit erstellt. Die Proben wurden in einer Charge von 6 gepoolt und eine Paired-End-Sequenzierung mit 600 Zyklen (2 × 300 bp) wurde auf einem Illumina MiSeq-Gerät durchgeführt. Rohe Sequenzierungsdaten wurden im NCBI Sequence Read Archive unter der BioProject-Zugangsnummer PRJNA943605 hinterlegt.

Die Verarbeitung der Rohdaten und die De-novo-Assemblierung wurden von der Queensland Facility for Advanced Bioinformatics (University of Queensland) durchgeführt. Adapter-Trimmen, Qualitäts-Trimmen und Filtern wurden mit BBDuk (BBTools 38.84-Paket, Joint Genome Institute) durchgeführt. Das Zusammenführen von Paired-End-Lesevorgängen und die Fehlerkorrektur wurden dann mit BBMerge (BBTools) durchgeführt. Gekürzte und fehlerkorrigierte Lesevorgänge wurden de novo mit Trinity 2.8.468 und den k-mer-Größen –19 und –31 zusammengestellt. Die zusammengestellten Contigs aus beiden K-mers wurden zu einzelnen Datensätzen zusammengeführt und Duplikate mit Dedupe (BBTools) entfernt. Die zusammengestellten Contigs wurden dann mit ConoSorter 1.1 durchsucht, einem firmeninternen Programm, das zur Klassifizierung von Conotoxinen in Gen-Superfamilien und -Klassen entwickelt wurde69. Nach der Übersetzung von Nukleinsäuresequenzen in alle möglichen Leserahmen isoliert der Algorithmus Conotoxin-kodierende Sequenzen und klassifiziert sie mithilfe von regulären Ausdrücken und Profilsuchen mit versteckten Markov-Modellen. Das Programm durchsucht die ConoServer-Datenbank70 und stellt zusätzliche Informationen für übereinstimmende Sequenzen bereit, einschließlich relativer Sequenzhäufigkeit, Länge, Anzahl der Cysteine, N-terminaler Hydrophobie und Sequenzähnlichkeitsbewertung. Sequenzen mit <50 und >250 Aminosäuren und einem Signalregion-Hydrophobizitätswert <45 % wurden manuell entfernt. Alle Sequenzen wurden mit dem SignalP 5.071-Server auf das Vorhandensein einer N-terminalen Signalregion durchsucht und Sequenzen ohne Signalregionen wurden verworfen. Zu diesem Zeitpunkt wurden die Nukleotidsequenzen manuell überprüft und unvollständige oder abweichende Sequenzen (interne oder keine Stoppcodons, Wiederholungen, falsche offene Leserahmen) verworfen. Die beibehaltenen Contigs wurden mithilfe von Blastx- und Blastp72-Suchen in den nicht redundanten Datenbanken UniprotKB/SwissProt (E-Wert-Grenzwert: 10–3) und Conoserver mit Anmerkungen versehen. Anschließend wurde das ConoPrec-Tool in Conoserver verwendet, um die Signal-, Propeptid-, reifen- und postreifen Regionen und Cysteingerüste zu identifizieren. Die Expressionsniveaus aller Lesevorgänge wurden in Transkripten pro Million (TPM)73 unter Verwendung von Kallisto 0,46,174 berechnet. Die Expressionsniveaus wurden für jede Gen-Superfamilie zusammengefasst und die relative Expression (in Prozent) berechnet, einschließlich einer Probe aus den Philippinen37. Anschließend führten wir eine Hauptkomponentenanalyse (PCA) durch, um den Grad der Ähnlichkeit der Giftzusammensetzung zwischen jugendlichem und erwachsenem C. magus mithilfe der Statistiksoftware XLSTAT (Addinsoft, kostenlose Testversion) zu bewerten. Für den PCA-Biplot werden die vier Variablen mit dem stärksten Einfluss auf die PCs angezeigt. Die Datenmatrix, zusammenfassende Statistiken, der Beitrag jeder Variablen (in Prozent), PCA-Scores und Belastungsdiagramme sind in den Zusatzdaten 3 zu sehen. Alle Peptidvorläufer wurden gemäß der herkömmlichen Conotoxin-Nomenklatur benannt (wobei die Arten durch einen oder zwei Buchstaben dargestellt werden). , Cystein-Gerüst durch eine arabische Ziffer und, nach einer Dezimalstelle, Reihenfolge der Entdeckung durch eine zweite Ziffer)75, mit geringfügiger Änderung76. Die Superfamilie wurde als Präfix hinzugefügt und Vorläufer, die sich in ihren Propeptidregionen unterscheiden, aber konservierte reife Peptide aufweisen, wurden mit einer kleinen römischen Zahl als Suffix unterschieden, um zwischen Nebenvarianten zu unterscheiden. Alle Conotoxin-Vorläufersequenzen wurden in der NCBI GenBank [https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore] unter den Zugangsnummern OQ644315–OQ644445 hinterlegt.

MS-basierte proteomische Studien wurden an der gepoolten VG von 20 Jungtieren bei 14 dps und an der mütterlichen VG (proximal, zentral und distal) durchgeführt. Alle Proben wurden in 30 % ACN/1 % FA extrahiert und bis zur weiteren Analyse bei –20 °C aufbewahrt. Von dem eierlegenden Weibchen wurden, wie zuvor beschrieben, durch Raubtiere hervorgerufene Giftproben entnommen59. Nach jedem Melken wurde das Sammelröhrchen kurz zentrifugiert und bis zur Analyse bei –20 °C gelagert. Für unsere Analyse wurden Giftproben von 10 unabhängigen Melkvorgängen, die über einen Zeitraum von 18 Monaten gesammelt wurden, gepoolt.

Zur Vorbereitung der LC-MS/MS wurde jede Probe mit Triethylphosphin reduziert und mit 2-Iodethanol77 alkyliert, bevor sie mit Trypsin in Proteomikqualität (Sigma) verdaut wurde. Dieser Schritt wurde für den Junggiftdrüsenextrakt aufgrund der begrenzten verfügbaren Probe weggelassen. Native und aufgeschlossene Proben wurden mit einem C18 ZipTip (Merk Millipore) entsalzt und durch Vakuumzentrifugation getrocknet. Die Proben wurden in 0,1 % FA rekonstituiert und 50–200 ng (geschätzt aus A280) wurden auf eine analytische Säule nanoEase M/Z HSS T3 (Waters; 100 Å Porengröße, 1,8 μm Partikelgröße, 300 μm x 150 mm) geladen getrennt auf einem linearen Gradienten von 3–60 % Lösungsmittel B (0,1 % FA in ACN) in Lösungsmittel A (0,1 % FA) über 20,5 min bei einer Flussrate von 5 μl/min. Der LC-Ausfluss war an ein ZenoTOF 7600-Massenspektrometer (SCIEX) gekoppelt, das mit einer OptiFlow Turbo V-Ionenquelle ausgestattet war. Die Proben wurden mithilfe der datenabhängigen Erfassungsmethode (DDA) analysiert, wobei die Daten im Positivionenmodus erfasst wurden. MS-Scans wurden über einen Zeitraum von 200 ms mit einem Masse-Ladungs-Verhältnis (m/z) von 400–1750 erfasst, und die Datenerfassung wurde an bis zu 20 Kandidatenionen mit einer Ladung von +2 bis +6 und einem Signal von > 150 Zählimpulsen/s durchgeführt. Die intensivsten Isotope wurden ausgewählt und mithilfe der Tandem-Massenspektrometrie mit kollisionsinduzierter Dissoziation (CID) und elektronenaktivierter Dissoziation (EAD) fragmentiert. MS/MS-Scans wurden zwischen 50 und 2000 m/z über 35 ms erfasst. Es wurde die dynamische Kollisionsenergieeinstellung verwendet, die es ermöglicht, die Kollisionsenergie basierend auf m/z und z des Vorläuferions zu variieren. Die Daten wurden mit OS 3.0.0.3339 erfasst und in Peakview 2.2 (beide SCIEX) analysiert. Die CID-MS/MS-Spektren wurden mit einer Datenbank abgeglichen, die alle übersetzten Sequenzen aus unseren RNA-seq-Experimenten und zuvor gemeldeten C. magus-Conotoxinen (Supplementary Data 2) kombinierte, unter Verwendung des in ProteinPilot 5.0 (SCIEX) implementierten Paragon78-Algorithmus mit den folgenden Einstellungen: Jodethanol (für reduzierte und alkylierte Proben), mit Trypsin aufgeschlossen (für aufgeschlossene Proben), häufige posttranslationale Conotoxin-Modifikationen79, biologische Modifikationen, gründliche ID. Peptide mit ≥2 tryptischen Fragmenten bei einer Konfidenz von 99 und einer Falscherkennungsrate <1 % wurden als echt angesehen. Die EAD-MS/MS-Daten wurden mit Mascot 2.5.180 (Matrix Science) mit den folgenden Einstellungen in derselben Datenbank durchsucht: Trypsin, 1 fehlende Spaltung, Carbamidomethyl als feste Modifikation, Oxidation von Methionin und Desamidierung von Asparagin und Glutamin als Variable Modifikationen, 20 ppm Peptidtoleranz, 0,1 Da MS/MS-Toleranz, 2 + 3+ und 4+ Peptidladungen, inklusive einer fehlertoleranten Suche. Es wurden Peptide mit ≥2 tryptischen Fragmenten, individuellen Peptidwerten >60 und einer Signifikanzschwelle <0,05 ausgewählt.

Für MALDI-TOF-MS wurde 1 μL jeder Probe zusammen mit 2 μL verdünnter α-Cyano-4-hydroxyzimtsäure (CHCA)-Lösung (Arbeitslösung als acetongesättigte Lösung gelagert und 1:10 mit einer Lösung verdünnt) getupft aus Ethanol/Aceton/Wasser [6:3:1] und 0,1 % TFA) auf ein poliertes Stahltarget. Die Proben wurden auf einem timsTOF fleX MALDI-2 (Bruker) analysiert, der im TIMS-Aus-Modus (oder nur QqTOF) betrieben und mit TIMS Control 3.1.13.0 gesteuert wurde. Positivmodusanalysen wurden über m/z 1000 bis 10.000, 10.000 Schüsse mit einer Laserwiederholungsrate von 10.000 Hz durchgeführt. Die Kalibrierung wurde unter Verwendung eines einzelnen CHCA-Punkts mit Bruker-Peptid-Kalibrierungsmischung und rekombinantem Humaninsulin durchgeführt. Die Daten wurden mit timsControl 3.1.4 erfasst und mit Data Analysis 6.0 (beide Bruker) visualisiert. Heatmaps in der ergänzenden Abbildung 8 wurden mit Prism 9.4.1 (GraphPad) erstellt.

Aminosäuresequenzen von Vorläufern voller Länge wurden mithilfe der lokalen gepaarten iterativen Alignment-Methode (L-INS-i) in MAFFT 7.50481 ausgerichtet und die Qualität der Alignments manuell überprüft. Die Evolutionsgeschichte der O1-Superfamilie wurde mithilfe eines molekularphylogenetischen Ansatzes rekonstruiert. Das am besten geeignete Evolutionsmodell wurde in PhyML 3.0 mithilfe eines Akaike Information Criterion-Tests82 ermittelt. Anschließend wurde IQ-TREE 2.2 verwendet, um molekulare Phylogenien nach maximaler Wahrscheinlichkeit zu rekonstruieren und die Verzweigungsunterstützungswerte durch ultraschnelles Bootstrap unter Verwendung von 10.000 Replikaten zu schätzen83,84. Da taxonomische Außengruppen nicht bestimmt werden konnten, verwendeten wir zur Wurzelbildung der Bäume die Mittelpunktwurzelung.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Rohe Sequenzierungslesungen wurden im NCBI Sequence Read Archive (SRA) mit der BioProject-Zugangsnummer PRJNA943605 hinterlegt. Conotoxin-Vorläufersequenzen wurden in der NCBI GenBank [https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore] mit den Zugangsnummern OQ644315–OQ644445 hinterlegt. Massenspektrometrie-Proteomikdaten wurden im ProteomeXchange-Konsortium über das PRIDE-Partner-Repository mit der Datensatzkennung PXD042133 hinterlegt. Rohdaten für die Morphometrie der Radularzähne, die Hauptkomponentenanalyse und die Proteomik sind jeweils als Zusatzdaten 1, 3 und 4 verfügbar.

Mayr, E. Tierarten und Evolution. (Harvard Univ. Press, Cambridge, 1963).

Pigliucci, M. Was ist, wenn überhaupt, eine evolutionäre Neuheit? Philos. Wissenschaft. 75, 887–898 (2008).

Artikel Google Scholar

Meyer, JR et al. Wiederholbarkeit und Kontingenz in der Entwicklung einer Schlüsselinnovation im Phagen-Lambda. Wissenschaft 335, 428–432 (2012).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Donoghue, MJ Schlüsselinnovationen, Konvergenz und Erfolg: makroevolutionäre Lehren aus der Pflanzenphylogenie. Paleobiology 31, 77–93 (2005).

Artikel Google Scholar

Page, LR Entwicklungsmodularität und phänotypische Neuheit innerhalb eines zweiphasigen Lebenszyklus: Morphogenese einer Kegelschneckengiftdrüse. Proz. Biol. Wissenschaft. 279, 77–83 (2012).

PubMed Google Scholar

Appeltans, W. et al. Weltregister der Meeresarten. https://www.marinespecies.org/. Zugriff im Okt. 2022.

Perron, FE Laborkultur der Larven von Conus textile Linné (Gastropoda: Toxoglossa). J. Exp. Mar. Biol. Ökologisch. 42, 27–38 (1980).

Artikel Google Scholar

Perron, FE Larvenwachstum und Metamorphose von Conus (Castropoda: Toxoglossa) in Hawaii. Pac. Wissenschaft. 35, 25–38 (1981).

Google Scholar

Terlau, H. et al. Strategie zur schnellen Immobilisierung von Beutetieren durch eine fischjagende Meeresschnecke. Nature 381, 148–151 (1996).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Kohn, AJ, Nybakken, JW & Van Mol, JJ Radula-Zahnstruktur der Schnecke Conus imperialis, aufgeklärt durch Rasterelektronenmikroskopie. Wissenschaft 176, 49–51 (1972).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Puillandre, NP et al. Molekulare Phylogenie und Evolution der Kegelschnecken (Gastropoda, Conoidea). Mol. Phylogenet. Entwicklung 78, 290–303 (2014).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Duda, TF Jr, Kohn, AJ & Palumbi, SR Ursprünge verschiedener Nahrungsökologien innerhalb von Conus, einer Gattung giftiger Meeresschnecken. Biol. J. Linn. Soc. 73, 391–409 (2001).

Artikel Google Scholar

Lewis, RJ, Dutertre, S., Vetter, I. & Christie, MJ Conus-Giftpeptid-Pharmakologie. Pharmakol. Rev. 64, 259–298 (2012).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Cruz, LJ & White, J. Klinische Toxikologie von Conus-Schneckenstichen. im Handbook of Clinical Toxicology of Animal Venoms and Poisons (Hrsg. Meier, J. & White, J.) 117–127 (Informa Healthcare USA Inc., New York, 2017).

Kohn, AJ & Nybakken, JW Ökologie von Conus an Randriffen im östlichen Indischen Ozean: Artenvielfalt und Ressourcennutzung. Mar. Biol. 29, 211–234 (1975).

Artikel Google Scholar

Perron, FE Wachstum, Fruchtbarkeit und Mortalität von Conus pennaceus in Hawaii. Ökologie 64, 53–62 (1983).

Artikel ADS Google Scholar

Puillandre, N., Meyer, CP, Bouchet, P. & Olivera, BM Genetische Divergenz und geografische Variation im Tiefseekomplex Conus orbignyi (Mollusca: Conoidea). Zool. Scr. 40, 350–363 (2011).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Zehra, I. & Perveen, R. Eikapselstruktur und Larvenentwicklung von Conus biliosus (Röding, 1798) und C. coronatus Gmelin, 1791, aus Pakistan. J. Mollusca. Zucht. 57, 239–248 (1991).

Artikel Google Scholar

Ball, DA Ontogenese des Vorderdarms der Neogastropoda: Vergleich der Entwicklung bei Nucella lapillus und Conus anemone. Boll. Malacol. 38, 51–78 (2002).

Google Scholar

Safavi-Hemami, H. et al. Embryonale Toxinexpression in der Kegelschnecke Conus victoriae: auf Tötung vorbereitet oder abweichende Funktion? J. Biol. Chem. 286, 22546–22557 (2011).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Leal, JH, Kohn, AJ & Mensch, R. Eine Veliconcha enthüllt: Beobachtungen an der Larve und Radula von Conus spurius, mit Auswirkungen auf den Ursprung von Molluszivoren in Conus. Bin. Malacol. Bul. 35, 111–118 (2017).

Artikel Google Scholar

Miljanich, GP Ziconotide: neuronaler Kalziumkanalblocker zur Behandlung schwerer chronischer Schmerzen. Curr. Med. Chem. 11, 3029–3040 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Nybakken, J. & Perron, FE Ontogenetische Veränderung in der Radula von Conus magus (Gastropoda). Beschädigen. Biol. 98, 239–242 (1988).

Artikel Google Scholar

Kohn, AJ & Perron, FE Lebensgeschichte und Biogeographie: Muster im Konus. (Clarendon Press, Oxford, 1994).

Monnier, E., Robin, A., Roux, C. & Limpalaère, L. Eine taxonomische Ikonographie lebender Conidae. (afc, Paris, 2018).

Page, LR Metamorphe Umgestaltung einer planktotrophen Larve zur Herstellung des räuberischen Nahrungssystems einer Kegelschnecke (Mollusca, Neogastropoda). Biol. Stier. 221, 176–188 (2011).

Artikel PubMed Google Scholar

Duda, TF, Kohn, AJ & Matheny, AM Kryptische Arten, differenziert in Conus ebraeus, einer weit verbreiteten tropischen Meeresschnecke. Biol. Stier. 217, 292–305 (2009).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Bouchet, P., Kantor, Yu. I., Sysoev, A. & Puillandre, N. Eine neue operative Klassifizierung der Conoidea (Gastropoda). J. Mollusca. Zucht. 77, 273–308 (2011).

Artikel Google Scholar

Kantor, YI & Puillandre, N. Entwicklung des Radularapparates bei Conoidea (Gastropoda: Neogastropoda), abgeleitet aus einer molekularen Phylogenie. Malacologia 55, 55–90 (2012).

Artikel Google Scholar

Olivera, BM, Seger, J., Horvath, MP & Fedosov, AE Beutefangstrategien fischjagender Kegelschnecken: Verhalten, Neurobiologie und Evolution. Gehirnverhalten. Entwicklung 86, 58–74 (2015).

Artikel PubMed Google Scholar

Endean, R. & Rudkin, C. Weitere Studien zu den Giften von Conidae. Toxicon 2, 225–249 (1965).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Abalde, S., Tenorio, MJ, Uribe, JE & Zardoya, R. Conidae Phylogenomik und Evolution. Zool. Scr. 48, 194–214 (2019).

Artikel Google Scholar

Koch, TL et al. Rekonstruktion der Ursprünge der Somatostatin- und Allatostatin-C-Signalsysteme anhand der beschleunigten Evolution biodiverser Kegelschneckentoxine. Mol. Biol. Entwicklung 39, 4 (2022).

Artikel Google Scholar

Endean, R. & Rudkin, C. Studien über die Gifte einiger Conidae. Toxicon 1, 49–64 (1963).

Artikel Google Scholar

Tayo, LL, Lu, B., Cruz, LJ & Yates, JR Die Proteomanalyse bietet Einblicke in die Giftverarbeitung in Conus-Textilien. J. Proteome Res. 9, 2292–2301 (2010).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Dutertre, S. et al. Entwicklung getrennter durch Raub und Verteidigung hervorgerufener Gifte bei fleischfressenden Kegelschnecken. Nat. Komm. 5, 1–9 (2014).

Artikel Google Scholar

Pardos-Blas, JR, Irisarri, I, Abalde, S, Tenorio, MJ & Zardoya, R. Beschädigen. Drogen 17, 10 (2019).

Artikel Google Scholar

Wang, Q., Jiang, H., Han, YH, Yuan, DD & Chi, CW Zwei verschiedene Gruppen von Signalsequenzen in Conotoxinen der M-Superfamilie. Toxicon 51, 813–822 (2008).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jacob, RB & McDougal, OM Die M-Superfamilie der Conotoxine: eine Übersicht. CMLS–Zelle. Mol. Leben S. 67, 17–27 (2010).

Artikel CAS Google Scholar

McDougal, OM, Turner, MW, Ormond, AJ & Poulter, CD Dreidimensionale Struktur von Conotoxin tx3a: ein M-1-Zweigpeptid der M-Superfamilie. Biochemistry 47, 2826–2832 (2008).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kerr, LM & Yoshikami, D. Ein Giftpeptid mit einer neuartigen präsynaptischen Blockierungswirkung. Natur 308, 282–284 (1984).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Fainzilber, M. et al. Molluskenspezifische Toxine aus dem Gift von Conus textile neovicarius. EUR. J. Biochem. 202, 589–595 (1991).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Duda, TF Jr. & Palumbi, SR Molekulargenetik der ökologischen Diversifizierung: Duplikation und schnelle Entwicklung von Toxin-Genen der giftigen Schnecke. Konus. P. Natl Acad. Wissenschaft. USA 96, 6820–6823 (1999).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Duda, TF Jr. & Palumbi, SR Genexpression und Ernährungsökologie: Entwicklung des Fischfressers in der giftigen Schneckengattung Conus. Proz. Biol. Wissenschaft. 271, 1165–1174 (2004).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Bulaj, G. et al. Struktur/Funktion von δ-Conotoxin durch eine kladistische Analyse. Biochemistry 40, 13201–13208 (2001).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hu, H. et al. Charakterisierung des Conus bullatus-Genoms und seines Giftgang-Transkriptoms. BMC Genomics 12, 1–15 (2011).

Artikel CAS Google Scholar

Terrat, Y. et al. Hochauflösendes Bild eines Giftdrüsentranskriptoms: Fallstudie mit der Meeresschnecke Conus consors. Toxicon 59, 34–46 (2012).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Himaya, SWA et al. Vergleichende Giftanalysen offenbaren die komplexe Beutefangstrategie der fischfressenden Kegelschnecke Conus catus. J. Proteome Res. 14, 4372–4381 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Himaya, SWA et al. Ursprung des Giftgangs beim Beutefang und Abwehr-Conotoxine beim fischfressenden Conus striatus. Wissenschaft. Rep. 11, 1–14 (2021).

Artikel Google Scholar

Santos, AD, McIntosh, JM, Hillyard, DR, Cruz, LJ & Olivera, BM Die A-Superfamilie der Conotoxine: strukturelle und funktionelle Divergenz. J. Biol. Chem. 279, 17596–17606 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Gray, WR et al. Peptidtoxine aus dem Gift des Conus geographus. J. Biol. Chem. 256, 4734–4740 (1981).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

McManus, OB, Musick, JR & Gonzalez, C. Aus dem Gift von Conus geographus isolierte Peptide blockieren die neuromuskuläre Übertragung. Neurosci. Lette. 25, 57–62 (1981).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jin, AH et al. δ-Conotoxin SuVIA deutet auf einen evolutionären Zusammenhang zwischen der Abwehr angestammter Raubtiere und dem Ursprung des Fischjagdverhaltens bei fleischfressenden Kegelschnecken hin. Proz. Biol. Wissenschaft. 282, 20150817 (2015).

PubMed PubMed Central Google Scholar

Aman, JW et al. Einblicke in die Ursprünge der Fischjagd bei giftigen Kegelschnecken aus Untersuchungen von Conus tessulatus. P. Natl Acad. Wissenschaft. USA 112, 5087–5092 (2015).

Artikel ADS CAS Google Scholar

Neves, JLB et al. Charakterisierung des ersten Conotoxins von Conus ateralbus, einer wurmfressenden Kegelschnecke aus dem Cabo Verde-Archipel. Mar. Drugs 17, 432 (2019).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Norton, RS & Pallaghy, PK Die Cystinknotenstruktur von Ionenkanaltoxinen und verwandten Polypeptiden. Toxicon 36, 1573–1583 (1998).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Lewis, RJ & Garcia, ML Therapeutisches Potenzial von Giftpeptiden. Nat. Rev. Drug Discov. 2, 790–802 (2003).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Escoubas, P., Quinton, L. & Nicholson, GM Venomics: Entschlüsselung der Komplexität tierischer Gifte mit Massenspektrometrie. J. Massenspektrometer. 43, 279–295 (2008).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Hopkins, C. et al. Eine neue Familie von Conus-Peptiden, die auf den nikotinischen Acetylcholinrezeptor abzielen. J. Biol. Chem. 270, 22361–22367 (1995).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Biass, D. et al. Vergleichende proteomische Untersuchung des Giftes der fischfressenden Kegelschnecke Conus consors. J. Proteom. 72, 210–218 (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Haeckel, E. Generelle Morphologie der Organismen (G. Reimer, Berlin, 1866).

Underwood, AH & Seymour, JE Giftontogenese, Ernährung und Morphologie in Carukia barnesi, einer australischen Würfelquallenart, die das Irukandji-Syndrom verursacht. Toxicon 49, 1073–1082 (2007).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Gibbs, HL, Sanz, L., Chiucchi, JE, Farrell, TM & Calvete, JJ Proteomische Analyse ontogenetischer und ernährungsbedingter Veränderungen in der Giftzusammensetzung jugendlicher und erwachsener Schwarzer Zwergklapperschlangen (Sistrurus miliarius barbouri). J. Proteom. 74, 2169–2179 (2011).

Artikel CAS Google Scholar

McElroy, T. et al. Differenzielle Toxizität und Giftdrüsen-Genexpression bei Centruroides vittatus. PLoS ONE 12, e0184695 (2017).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Chivian, E., Roberts, CM & Bernstein, AS Die Bedrohung für Kegelschnecken. Wissenschaft 302, 391–391 (2003).

Artikel PubMed Google Scholar

Guillard, RR Kultur wirbelloser Meerestiere (Springer, Boston, 1975).

Audesirk, GJ & Audesirk, TE Komplexe Mechanorezeptoren in Tritonia diomedea. J. Comp. Physiol. 141, 101–109 (1980).

Artikel Google Scholar

Haas, BJ et al. De-novo-Transkriptsequenzrekonstruktion aus RNA-seq unter Verwendung der Trinity-Plattform zur Referenzgenerierung und -analyse. Nat. Protokoll. 8, 1494–1512 (2013).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Lavergne, V. et al. Die systematische Untersuchung des Transkriptoms des Conus marmoreus-Giftgangs mit ConoSorter deckt 158 ​​neue Conotoxine und 13 neue Gen-Superfamilien auf. BMC Genomics 14, 1–12 (2013).

Artikel Google Scholar

Kaas, Q., Westermann, JC & Craik, DJ Charakterisierung und Klassifizierung von Conopeptiden: eine Analyse mit ConoServer. Toxicon 55, 1491–1509 (2010).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Almagro Armenteros, JJ et al. SignalP 5.0 verbessert Signalpeptidvorhersagen mithilfe tiefer neuronaler Netze. Nat. Biotechnol 37, 420–423.

Altschul, SF, Gish, W., Miller, W., Myers, EW & Lipman, DJ Einfaches Suchwerkzeug für die lokale Ausrichtung. J. Mol. Biol. 215, 403–410 (1990).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Li, B., Ruotti, V., Stewart, RM, Thomson, JA & Dewey, CN RNA-Seq-Genexpressionsschätzung mit Lesekartierungsunsicherheit. Bioinformatik 26, 493–500 (2010).

Artikel PubMed Google Scholar

Bray, NL, Pimentel, H., Melsted, P. & Pachter, L. Nahezu optimale probabilistische RNA-seq-Quantifizierung. Nat. Biotechnologie. 34, 525–527 (2016).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Walker, CS et al. Die T-Superfamilie der Conotoxine. J. Biol. Chem. 274, 30664–30671 (1999).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Robinson, SD et al. Vielfalt der Conotoxin-Gen-Superfamilien in der Giftschnecke Conus victoriae. PloS one 9, e87648 (2014).

Artikel ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hale, JE et al. Ein vereinfachtes Verfahren zur Reduktion und Alkylierung von Cysteinresten in Proteinen vor dem proteolytischen Verdau und der Massenspektralanalyse. Anal. Biochem. 333, 174–181 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Shilov, IV et al. Der Paragon-Algorithmus, eine Suchmaschine der nächsten Generation, die Sequenztemperaturwerte und Merkmalswahrscheinlichkeiten verwendet, um Peptide aus Tandem-Massenspektren zu identifizieren. Mol. Zelle. Proteom. 6, 1638–1655 (2007).

Artikel CAS Google Scholar

Dutertre et al. Deep Venomics enthüllt den Mechanismus für die erweiterte Peptiddiversität im Gift von Kegelschnecken. Mol. Zelle. Proteom. 12, 312–329 (2013).

Artikel CAS Google Scholar

Perkins, DN, Pappin, DJC, Creasy, DM & Cottrell, JS Wahrscheinlichkeitsbasierte Proteinidentifizierung durch Suche in Sequenzdatenbanken mithilfe von Massenspektrometriedaten. Electrophoresis 20, 3551–3567 (1999).

3.0.CO;2-2" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F%28SICI%291522-2683%2819991201%2920%3A18%3C3551%3A%3AAID-ELPS3551%3E3.0.CO%3B2-2" aria-label="Article reference 80" data-doi="10.1002/(SICI)1522-2683(19991201)20:183.0.CO;2-2">Artikel CAS PubMed Google Scholar

Katoh, K. & Standley, DM MAFFT Multiple Sequence Alignment Software Version 7: Verbesserungen bei Leistung und Benutzerfreundlichkeit. Mol. Biol. Entwicklung 30, 772–780 (2013).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Guindon, S. et al. Neue Algorithmen und Methoden zur Schätzung der Maximum-Likelihood-Phylogenien: Bewertung der Leistung von PhyML 3.0. Syst. Biol. 59, 307–321 (2010).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hoang, DT, Chernomor, O., von Haeseler, A., Minh, BQ & Vinh, LS UFBoot2: Verbesserung der ultraschnellen Bootstrap-Näherung. Mol. Biol. Entwicklung 35, 518–522 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Trifinopoulos, J., Nguyen, LT, von Haeseler, A. & Minh, BQ W-IQ-TREE: ein schnelles phylogenetisches Online-Tool für die Maximum-Likelihood-Analyse. Nucleic Acids Res 44, 232–235 (2016).

Artikel Google Scholar

Referenzen herunterladen

Die Autoren danken Richard Webb (Centre for Microscopy and Microanalysis, UQ) für die kompetente Unterstützung bei der Histologie und Elektronenmikroskopie; Alun Jones (IMB Proteomic Facility, UQ) und Amanda Nouwens (School of Chemistry and Molecular Biosciences, UQ) für technische Unterstützung bei LC-MS; Brett Hamilton (Zentrum für Mikroskopie und Mikroanalyse, UQ) für Hilfe bei MALDI-MS; Ian Ross (IMB, UQ) für Fachwissen in Bezug auf Algenkultur und die gemeinsame Nutzung von Ausrüstung und Einrichtungen, die Core Imaging Facilities (UQ) der School of Biomedical Sciences für die Bereitstellung von Schulungen zur Amira 2021.1-Software und die Biologischen Ressourcen der University of Queensland für Zebrafische und Kegelschnecken Haltung. Diese Arbeit wurde durch ein Discovery Grant des Australian Research Council (ARC) (DP200103087) (RJL) unterstützt.

Institut für Molekulare Biowissenschaften, The University of Queensland, Brisbane, 4072, QLD, Australien

Aymeric Rogalski, SWA Himaya und Richard J. Lewis

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

AR & RJL konzipierten das Projekt und gestalteten Experimente. AR führte Tier- und Algenkulturen, Histologie, Mikroskopie, computergestützte 3D-Rekonstruktion, transkriptomische, proteomische und phylogenetische Analysen durch und verfasste den ersten Entwurf des Manuskripts. SWAH trug zu den transkriptomischen und proteomischen Analysen bei und redigierte das Manuskript. RJL stellte Finanzmittel und Forschungseinrichtungen zur Verfügung und verfasste das Manuskript.

Korrespondenz mit Richard J. Lewis.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature Communications dankt Alexander E. Fedosov und Helena Safavi-Hemami für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Eine Peer-Review-Datei ist verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Rogalski, A., Himaya, SWA & Lewis, RJ Koordinierte Anpassungen definieren den ontogenetischen Übergang von der Wurm- zur Fischjagd bei einer giftigen Kegelschnecke. Nat Commun 14, 3287 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-38924-5

Zitat herunterladen

Eingegangen: 11. Oktober 2022

Angenommen: 19. Mai 2023

Veröffentlicht: 13. Juni 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-38924-5

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein Link zum Teilen verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.